Завдання до лабораторних занять з дисципліни

„Фізіологія і біохімія рослин”

 

для студентів ІІІ курсу заочної денної форми навчання

 

 

Галузь знань0401 Природничі науки

 

Напрям підготовки «6.040102. Біологія*»

 

Херсон – 2013

 


Модуль «Фізіологія рослинної клітини»

____._____.201___

 

Тема: Визначення осмотичного тиску в рослинній клітині. Визначення проникності цитоплазми рослинної клітини

 

Мета: Виявити залежність ступеня плазмолізу клітин від концентрації розчину і порівняння осмотичного тиску клітинного соку різних рослин. Виявити вплив зовнішніх та внутрішніх умов на її проникність цитоплазми.Порівняти проникність фарби крізь цитоплазму живих та мертвих клітин, визначити рН клітинного соку.

 

Контрольні запитання:

  1. Що таке осмос, його відмінність від дифузії?
  2. Що таке осмотичний тиск та осмотичний потенціал клітинного соку?
  3. Від яких зовнішніх факторів і внутрішніх умов залежить осмотичний тиск?
  4. Що таке ізотонічна, гіпотонічна, гіпертонічна концентрація клітинного соку?
  5. Написати формулу, за якою можна розрахувати осмотичний тиск.
  6. Що таке ізотонічний коефіцієнт?
  7. Що таке цитоплазма і які основні властивості їй притаманні?
  8. Які види проникності має цитоплазма?
  9. Чи пропускає жива цитоплазма речовини клітинного соку?
  10. Чому при дії на живу клітину, що містить антоціан, високої температури, оцтової кислоти, хлороформу чи спирту змінюється колір зовнішнього розчину?
  11. Яке значення має напівпроникність цитоплазми в житті клітини і чим вона зумовлена?
  12. Про що свідчить поява яскравішого забарвлення гранул в цитоплазмі при забарвленні клітин нейтральним червоним?
  13. Який тип плазмолізу утворюється в клітинах при дії калію і кальцію?

 

Завдання 1. Визначити осмотичний тиск клітинного соку за допомогою рефрактометра.

Рефрактометричний метод дозволяє швидко і більш точно визначити концентрацію клітинного соку, за допомогою його - і осмотичний тиск. Метод спирається на знаходження % концентрації клітинного соку.

 

Об’єкт: коренеплід моркви, буряку, бульба картоплі.

Матеріали та обладнання: ручні преси (або металеві терки), марля, серветки, піпетки, рефрактометр.

 

Хід роботи:

З подрібненого об’єкту віджимають клітинний сік. Між призмами рефрактометра наносять дві краплини клітинного соку. Дзеркалом наводять світло. Дивляться у окуляр, а ручку рефрактометра доводять до такого стану, поки в окулярі не стане добре видно межу між темною та світлою половинами поля зору. Дивляться, з яким показником концентрації спадає/співпадає поле зору. Процентну концентрацію клітинного соку перераховують у молярну за пропорцією.

Приклад: показник рефрактометра 8%. Молярну концентрацію клітинного соку розраховують так:

342 г у 1 л розчину – 1 М розчин, 80 г сахарози у 1 л розчину – Х М розчин. Отже:

Х= 80/342=0,23 М.

Розрахувати осмотичний тиск для кожного рослинного об’єкту:

Осмотичний тиск розраховують за формулою:

Р=RTCi,

де Р - осмотичний тиск в Мегапаскалях (МПа), R – універсальна газова константа (0,00831 кДж/град*моль), T – абсолютна температура (273 + t°C), C – концентрація клітинного соку моль/л, і – ізотонічний коефіцієнт (коефіцієнт Ван-Гоффа).

 

Результати досліду записати в таблицю.

Об’єкт дослідження Концентрація клітинного соку, % Концентрація клітинного соку, М Осмотичний тиск, МПа
         

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

____._____.20___

 

 

Завдання 2.Порівняти проникність живої та мертвої цитоплазми.

Цитоплазма живої клітини здатна утримувати речовини, що містятьтся у клітинному соку, завдяки властивій їй вибірковості. При пошкодженні клітини високою температурою, міцними кислотами або іншими факторами цитоплазма втрачає цю властивість, і речовини, що містяться у клітинному соці, вільно виходять назовні. Ступінь пошкодження клітин зразка напрямук корелюється з об’ємом речовин, що виділяються у зовнішнє середовище. Таким чином, інтенсивність забарвлення – критерій пошкодження кліфтин досліджуваних об’єктів.

 

Об'єкт: коренеплід червоного столового буряку.

 

Матеріали та обладнання: пробірки, штативи, сірники, хлороформ, 30% оцтова кислота, 50% етиловий спирт, мензурки, мікроскоп, спиртівка, 1 М розчин КNО3, вода (дистильована ­ 30 мл, охолоджена кип’ячена – 200 мл).

Хід роботи:

З очищеного червоного буряку нарізають однакові брусочки довжиною 20 мм, шириною 5 мм. Добре їх промивають під проточною водою. У 5 пробірок наливають розчин за схемою: пробірка №1 – 10 мл Н2О, пробірка №2 – 10 мл Н2О, пробірка №3 – 10 мл Н2О + 0,5 мл хлороформу, пробірка №4 – 10 мл 30% оцтової кислоти, пробірка №5 – 10 мл 50% етилового спирту.

У всі пробірки, крім другої, кидають по 2 брусочки. Два брусочки кип'ятять у воді в окремій посудині протягом 5 хвилин, а потім кидають у пробірку №2. Дослід залишають на 30 хв. Потім струшують пробірки і відзначають інтенсивність забарвлення розчинів: сильне, середнє, слабке, забарвлення відсутнє. Готують зрізи з брусочків, що були у найбільш зафарбованому розчині та воді. Зрізи кладуть на предметне скло у краплю розчину КNО3, покривають покривним склом і розглядають під мікроскопом. Плазмоліз свідчить, що клітина жива, відсутність плазмолізу – що вона мертва.

Результати досліду оформити у вигляді таблиці. Зробити малюнки препаратів.

 

№1 №2 №3 №4 №5
Вода 10 мл Вода 10 мл (після кіп’ятіння) 10 мл Н2О + 0,5 мл хлороформу 10 мл 30% оцтової кислоти 10 мл 50% етилового спирту
           

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 

Завдання 3. Визначити проникність цитоплазми у клітин різного віку.

Проникність (швидкість проходження речовин крізь цитоплазматичну мембрану) для більшості розчинених речовин є малою, яле деякі (сечовина) проходять дуже швидко. При зануренні к4літин в гіпертонічний розчин сечовини спостерігається плазмоліз – внаслідок втрачання води клітинами. Однак при тривалому перебуванні в розчині молекули плазмолітика поступово проникають до вакуолі, концентрація клітинного соку зростає, і вода надходить до клітини – спостерігається деплазмоліз. Проміжок часу від занурення у розчин до кінця деплазмолізу є показником проникності цитоплазми для сечовини. Проникність цитоплазми, в свою чергу, залежить від внутрішніх умов, в тому числі від її в'язкості. Різновікові клітини мають різну в'язкість цитоплазми, по різному будуть пропускати речовини зовнішнього розчину.

Об'єкт: жива рослина елодеї канадської.

Матеріали та обладнання: мікроскоп, предметні та покривні скельця, препарувальні голки, пінцети, вазелин, 1 М розчин сечовини.

 

Хід роботи:

Листок елодеї, що не закінчив ріст (з верхівки), кладуть на предметне скло у краплю 1М розчину сечовини, накривають покривним склом і розглядають під малим збільшенням мікроскопу. Приблизно через 5 хв. в клітинах починається плазмоліз. Краї покривного скельця змазують вазеліном і продовжують спостерігати за плазмолізом і деплазмолізом в клітинах основи та верхівки листка, перевіряючи препарат кожні 3-5 хвилин протягом 15-20 хвилин.

Тривалість плазмолізу і деплазмолізу вказує на проникність цитоплазми різновікових клітин.

Результати досліду записати в таблицю. Препарати замалювати.

Вік клітин Час занурення препарату в розин сечовини Плазмоліз Тривалість плазмолізу, хв. Деплазмоліз Тривалість деплазмолізу, хв
Початок, год, хв. Закінчення год, хв. Початок, год, хв. Закінчення год, хв.
Молода (основа листка)              
Стара (верхівка листка)              

 

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

Завдання 4. Прослідкувати за накопиченням фарби у вакуолях нижнього епідермісу цибулини цибулі.

Важлива здатність цитоплазми – вибіркова проникність. Жива цитоплазма пропускає окремі фарби у вакуолюі фарбує її. Вакуолі відмерлих клітин не зафарбовуються, зафарбовується тільки цитоплазма і ядро. Проникнення крізь всі три шари цитоплазми називається наскрізною проникністю. Якщо проникає нейтральний червоний (він є індикатором), то можгна визначити рН клітини. Цей індикатор здатен проникати в живі клітини і накопичуватися в них у великій кількості, при цьому цитоплазма живих клітин не відмирає, що можна перевірити за допомогою плазмолізу.

 

Об’єкт: цибулина цибулі без антоціану.

 

Матеріали та обладнання: мікроскоп, скальпель, пінцет, предметне та покривне скло, лезо, 0,002-0,005% розчин нейтрального червоного, 1 М розчин KNO3, спиртівки, препарувальні голки.

 

Хід роботи:

Шматок епідермісу цибулі кладуть на предметне скло у краплю розчину нейтрального червоного. Під малим, а потім під великим збільшенням спостерігають за препаратом під мікроскопом. Через 10 хв. Фарбник накопичується у вакуолі і зафарбовує клітини у малиновий колір (вказує на слабкокислу реакцію). Фільтрувальним папером відсмоктують барвник з-під покривного скла і вводять KNO3. Плазмоліз клітин і накопичення фарби малинового кольору свідчить про те, що клітини живі. Других шматок епідермісу в краплині води нагрівають на предметному склі до википання розчину, після чого повторюють дослід з нейтральним червоним. Якщо цитоплазма і ядро відмерлих клітин зафарбовується у жовтувато-червоний колір, це свідчить про лужний рН цитоплазми.

Препарати замалювати, зробити підписи.

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 

Завдання 5. Дослідити вплив йонів кальцію і калію на в’язкість цитоплазми.

Йони, які підвищують ступінь гідратації колоїдів, збільшують проникність цитоплазми. Йони, що мають коагулюючу дію, викликають дегідратацію білку, зменшення пор мембран і зниження швидкості надходження речовин до клітини. Відтак, в’язкість цитоплазми відповідно зменшується або збільшується. Простежити це можна, порівнявши тип плазмолізу, що викликають одномолярні розчини різних солей, та час плазмолізу (проміжок від занурення тканини в розчин плазмолітика до настання опуклого плазмолізу).

 

Об’єкт: цибулина цибулі з антоціаном.

 

Матеріали та обладнання: мікроскоп, фарфорові чашки, лезо, препарувальна голка, предметні та покривні скельця, 1 М розчин KNO3, Ca(NO3)2.

 

Хід роботи:

Виготовляють зріз з нижнього епідермісу лусочки цибулини, в якому є антоціан. Зріз занурюють у 1 М розчин KNO3 та Ca(NO3)2. препарати залишають у розчині на 30-60 хв. Після цього їх розглядають у мікроскоп. Спостерігають дві форми плазмолізу: в розчині KNO3 – ковпачковий, в розчині Ca(NO3)2 – судорожний.

Препарати замалювати. Пояснити вплив йонів калію і кальцію на в’язкість цитоплазми, на її проникність.

 

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 

 


____._____.20___

 

Тема: Рух продихів. Підняття води по рослині

 

Мета: Проспостерігати за рухом продихів. Розрахувати площу відкритих продихів по відношенню до поверхні лмстка. Проспостерігати за підняттям води по рослині.

Література:

Викторов Д.П. Малый практикум по физиологии растений. – М.: Высшая школа, 1983. – 135 с.: робота №21

Практикум по физиологии растений /под ред. Н.Н. Третьякова. – М., 19901. – 271 с.: робота №

Векирчик К.Н. Физиология растений. Практикум. – К.: Высшая школа, 1984. – 240 с.: робота №22

 

Контрольні запитання:

  1. Продиховий апарат, особливості його роботи.
  2. Фізіологічна основа відкривання та закриття продихів.
  3. Механізм відкривання та закривання продихових щілин.
  4. Види руху продихів, механізм ініціації процесу.
  5. Описати шлях води від крапель дощу, що потрапив в грунт, до водяної пари, яка виходить в повітря через продихи.
  6. Які біохімічні процеси та фізичні сили керують вищеописаним рухом води?

 

Завдання 1.Рух продихів. Визначення площі відкритих продихів на одиницю поверхні.

Інтенсивність транспірації регулюється відкриттям і закриттям продихів. В основі руху замикаючих клітин беруть участь різноманітні фактори: світло, оводненість тканин, температура, концентрація СО2 в міжкілинниках. Головним фактором в цьому процесі є вода, як фактор забезпечення тургорного стану замикаюсих клітин продихів. При нормальному забезпеченні клітин водою продихи відкриваються, при втраті води – закриваються. Відтак, ступінь розкриття продихів може бути одним з фізіологічних показників при встановленні часу поливу рослин. Кількість продихів та площу продихових щілин на одиницю листової поверхні можна визначити за допомогою мікроскопа, використовуючи окуляр-мікрометр.

 

Об'єкт: традесканція віргінська або інші рослини родини Комелінові.

 

Матеріали та обладнання: мікроском, предметні та покривні скельця, окуляр-мікрометр, препарувальні голки, скальпель, розчин гліцерину у воді (0,5%), дистильована вода, піпетки, фільтрувальний папір.

Хід роботи:

Піддослідні рослини традесканції поливають та витримують на освітленому вікні 1,5-2 години. З нижнього епідермісу листка готують зріз – знімають лезом шар епідермісу та 1-2 шари клітин мезофілу, аби не пошкодити епідермальні клітини. Зріз кладуть на предметне скло в крапилу 5%-го розчину гліцерину, накривають покривним склом і розглядають під мікроскопом при малому збільшенні. На початку досліду гліцерин викличе плазмоліз, і продихи замкнуться. Через 15-20 хв гліцерин пройде крізь цитоплазму у клітинний сік. При цьому тургорний тиск відновиться, настане деплазмоліз, і продихи відкриються. Якщо продихові щілини відкриваються слабко, на предметне скло поряд з препаратом наносять краплину води і за допомогою фільтрувального паперу втягують її у препарат. Після цього роблять малюнки: продиховий апарат епідермісу листка традесканції з відкритою та закритою прождиховою щілиною.

За допомогою окуляр-мікрометра визначають діаметр поля зору мікроскопа, ширину та довжину продихових щілин. В окуляр-мікрометрі, що використовується на занятті, 1 велике ділення дорівнює 1 мікрометру, тобто 10 -6 метра, маленькі поділки – 10 -7 метра.

Підраховують кількість продихів в полі зору мікроскопа.

Розраховують площу поля зору мікроскопа: S= * r2

Розраховують середню площу однієї продихової щілини, як площу еліпса: Sp = *a*b

Де а – мала напіввісь еліпса (половина ширини продихової щілини), b – велика напіввісь еліпса (половида довжини продихової щілини).

За отриманими даними розраховують, який відсоток складають площі продихових щілин від загальної площі листка.

Дослід повторити з епідермісом верхньої сторони листка традесканції.

Записати розрахунки в таблицю. Порівняти результати досліду для верхнього та нижнього боків листка.

 

Показники Дані для верхнього боку листка Дані для нижнього боку листка
Ціна поділки окуляр-мукрометра, в мкм      
Площа поля зору мікроскопа, в мкм 2      
Кількість продихів в полі зору мікроскопа, шт.      
Розмір однієї продихової щілини, в подліках окуляр-мікрометра: А) ширина    
Б) довжина      
Площа однієї продихової щілини, в мкм 2      
Площа продихових щілин в полі зору мікроскопа, в мкм 2      
Відношення площі продихових щілин до площі листка, %      

 

Рух продихів епідерми листка традесканції.

1 – відкриті продихи, 2 – закриті продихи.

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 

Завдання 2.Підняття води по рослині.

Вода просувається від кореня до листя (висхідна течія) по ксилемі, основними елементами якої є витягнуті мертві клітини. При наявності у водному розчині барвника (чорнило, діамантовий зелений) він піднімається по стеблу, зафарбовуючи у відповідний колір елементи провідної системи.

 

Об'єкт: бальзамін, бегонія, традесканція ампельна або колеус (чи інша кімнатна рослина з напівпрозорими стеблами, що не мають яскравого забарвлення).

 

Матеріали та обладнання: мікроскоп, лезо, предметні та покривні скельця, серветки для протирання скельця, фільтрувальний папір, вода, чорнило або розчин діамантового зеленого, склянка на 100 мл або невелика колба з широким горлом.

 

Хід роботи:

Гілочку піддослідної кімнатної рослини підрізають під водою і ставлять в склянку з підфарбованою водою на 2-3 години. Виймають рослину, роблять ряд поперечних зрізів через стебло (починаючи з верхівки), роздивляються їх під мікроскопом.

Наявність на зрізі забарвлених судин свідчить про наявність в них води, що піднялася по стеблу з посудини. Визначивши висоту підняття води по стеблу і розділивши її на час досліду, знаходять швидкість її руху для даної рослини за даних умов, у см/год.

 

Замалювати зріз через стебло піддослідної рослини, позначивши забарвлені елементи ксилеми (судини).

 

Висновки:
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 

 

 

Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________


 

 

Тема:Визначення кількості нітратів в рослині.

Мета: Оволодіти методикою визначення вмісту нітратів в рослинах.

Література:

Викторов Д.П. Малый практикум по физиологии растений. – М.: Высшая школа, 1983. – 135 с.: робота №41

Векирчик К.Н. Физиология растений. Практикум. – К.: Высшая школа, 1984. – 240 с.: робота №105

Негода О.В. Лабораторний практикум з дисципліни „Фізіологія рослин”. – Київ, 2003. – 112 с.: робота№31

 

Контрольні запитання

1. Яку роль відіграють нітратив рослині?

2. Чи є різниця між процесами накопичення нітратів і нітриритів в рослинному організмі?

3. Які нормн вмісту нітратів в рослинній продукції?

 

Завдання 1.Визначити вміст нітратів в рослинах.

В рослину азот надходить переважно у вигляді аміачних і нітратних сполук. Поглинутий кореневою системою азот нітратів відновлюється в живих клітинах коренів до аміаку, який, зв'язуючись з кетокислотами, утворює амінокислоти. Частина нітратних сполук, що поглинута коренем, рухається з водною від кореня по стеблу до листків. У листках відбувається процес фотохімічного відновлення нітратів до утворення аміаку і подальшого включення його в синтетичні процеси. Нітрати здатні накопичуватися в тканинах рослин, потім з їжею потрапляють в організм людин і справляють на нього негативну дію.

 

Об'єкт: бульба картоплі, листки капусти, коренеплоди буряку і моркви, цибулина цибулі.

Матеріали та обладнання: 0,5% розчин дифеніламіну в концентрованій сірчаній кислоті, контрольний розчин нітратів (1.631г хімічно чистого сухого КNО3 розчиняють у воді і доводять до 1 л), ручний прес або металеві терки, порцелянові чашки, марля, чашки Петрі або скляні пластинки із заглибинами, піпетки, скальпелі.

 

Хід роботи:

Метод грунтується на здатності дифеніламіну взаємодіяти з азотом нітратних сполук. При цьому з'являється синє забарвлення. Для визначення нітратів з контрольного розчину готують такі концентрації: 1000 (контрольбний розчин), 500, 250, 125, 10 мг NО3– на 1л. З дослідних рослинних об’єктів віджимають сік: за допомогою ручного пресу або ж натирають на терці і віджимають сік за допомогою марлі в порцелянові чашки.

На дно чашки Петрі, якуставлять на білий папір, або на спеціальну скляну (пластикову) пластинку із заглибленнями наносять по краплі стандартних розчинів різної концентрації, а також краплину соку досліджуваної рослини. Далі до стандартних розчинів і проб додають по одній краплі дифеніламіновога реактиву. Через 1-2 хвилини з'являється синє забарвлення, яке далі зміюєгься. Тому оцінювати його треба відразу, порівнюючи з стандартними розчинами. Їх забарвлення оцінюється як шкала від 5 до 1, по мірі зниження концентрації.

Результати дослідів оцінити за п'ятибальною системою і записати в таблицю.

 

Обєкт Орган рослини Вміст нітратів в балах Примітка
       
       
       
       
       

 

Висновки:
 
 
 
 

 

Дата захисту_____________ Підпис викладача __________________________


Змістовий модуль: ФОТОСИНТЕЗ І ДИХАННЯ РОСЛИН

 

Тема. Пігменти листка.

 

Мета: Вивчити хімічну структуру пігментів зеленого листа, тахімічні і фізичні властивості.

Література:Векірчйк К.М., роботи 36, 37, 38, 42, 43, 44,

Брайон О,В., роботи 23, 24, 25, 26, 32.

Мусієнко М.М., С. 87 – 93, 95 – 112.

Лебедєв С. І. С. 97 – 98, 108 – 116.

Полевой В.В., С. 59, 65 – 79.

Контрольні питання:

І. Поясніть суть та значення фотосинтезу.

2. Написати загальне рівняння фотосинтезу.

3. Розповісти про структурну будову молекул хлорофілу

4. Як можна виділити пігменти з зеленого листа?

5. Які пігменти містяться в спиртовій витяжці хлорофілу?

6. На якому принципі грунтується розподіл пігментів за Г. Краусом?

7. Як омилюється хлорофіл? Чим відрізняються продукти омилення хлорофілу від звичайного хлорофілу?

8. Чим зумовлене забарвлення хлорофілу?

9. Що таке феофітин і як відновити забарвлення витяжки після дії на неї НСl.

10. Як добути спектр поглинання холорофілу? В яких частинах спектра лежить основний максимум поглинання хлорофілу та жовтих пігментів?

11. Що таке флуоресценція?

 

Завдання 1.Отримання витяжки рослинних пігментів.

Пігментна система хлоропластів складається з зелених (хлорофіли) та жовтих (каротини і ксантофіли) пігментів. За хімічною природою хлорофіли „а” і „в” – складні ефіри дикарбонової кислоти хлорофіліну і двох спиртів – метилового і фітолу

 

 

Каротини являють собою ненасичені вуглеводні (С40 Н56), ксантофіли – це киснепохідні каротинів (С40Н56О2, С40 Н56О4 та ін.).

 

Об'єкт: листки аспідістри, китайського гібіскуса, сингоніума, пеларгонії або інших кімнатних рослин з темно-зеленими листками, коренеплід моркви.

Матеріали та обладнання: фарфорові ступки з товкачиками, набір пробірок в штативі, скляні воронки, фільтрувальний папір (для фільтрації витяжки), ножиці, металеві терки, скляні лопаточки для роботи з сухими реагентами, скляні палички, етиловий спирт, бензин (хімічно чистий), сухий карбонат кальцію СаСО3.

 

Хід роботи:

2-3 листки кімнатних рослин розрізають ножицями на невеликі шматочки, кладуть у фарфорову ступку, додають трохи СаСО3 (для нейтралізації кислот клітинного соку), близько 0,5 мл етилового спирту і розтирають до отримання однорідної кашеподібної маси. Додають в ступку 5-10 мл етилового спирту, перемішують скляною паличкою і відфільтровують спиртову витяжку пігментів листа у чисту суху пробірку через сухий фільтрувальний папір.

Коренеплід моркви натирають на терці, вміщують шпателем в пробірку, заливають бензином, дають постояти не менше 10 хвилин (періодично вміст пробірки перемішують скляною паличкою). Після цього рідину зливають в іншу суху пробірку.

Розглядають отримані витяжки у проникаючому світлі, відзначаючи їх колір. Замальовують пробірки з витяжками.

 

 

Витяжки рослинних пігментів: